ALLOSTERISCHE ENZYME: EIGENSCHAFTEN, WIRKMECHANISMEN, BEISPIELE - BIOLOGIE - 2025

Ein allosterisches Enzym (aus dem Griechischen: allo, different + stereos, dreidimensionaler Raum) ist ein Protein, bei dem indirekte Wechselwirkungen zwischen topographisch verschiedenen Stellen durch Bindung von Substraten und regulatorischen Molekülen (Liganden) auftreten.

Die Bindung eines Liganden an eine bestimmte Stelle wird durch die Bindung eines anderen Effektorliganden (oder Modulatorliganden) an eine andere (allosterische) Stelle des Enzyms beeinflusst. Dies ist als allosterische Wechselwirkungen oder kooperative Wechselwirkungen bekannt.

Beispiel eines Enzyms. Quelle: Thomas Shafee

Wenn der Effektorligand die Bindungsaffinität eines anderen Liganden an das Enzym erhöht, ist die Kooperativität positiv. Wenn die Affinität abnimmt, ist die Kooperativität negativ. Wenn zwei identische Liganden an der kooperativen Wechselwirkung beteiligt sind, ist der Effekt homotrop, und wenn die beiden Liganden unterschiedlich sind, ist der Effekt heterotrop.

Die kooperative Wechselwirkung führt zu reversiblen Änderungen der Molekülstruktur des Enzyms auf der Ebene der Tertiär- und Quartärstruktur. Diese Änderungen werden als Konformationsänderungen bezeichnet.

Geschichte

Das Konzept der allosterischen Interaktion entstand vor mehr als 50 Jahren. Es hat sich im Laufe der Zeit weiterentwickelt, nämlich:

1903 wurde die Sigmoidkurve der Bindung von Hämoglobin an Sauerstoff beobachtet.

1910 wurde die Sigmoidkurve der O ₂ -Bindung an Hämoglobin unter Verwendung der Hillschen Gleichung mathematisch beschrieben.

1954 zeigten Novick und Szilard, dass ein Enzym, das sich am Anfang eines Stoffwechselweges befindet, durch das Endprodukt dieses Weges gehemmt wurde, was als negative Rückkopplung bekannt ist.

1956 entdeckte Umbarger, dass L-Threonin-Desaminase, das erste Enzym des L-Isoleucin-Biosynthesewegs, durch L-Isoleucin gehemmt wurde und keine typische Michaelis-Menten-Kinetik mit einer hyperbolischen Kurve aufwies. Vielmehr hatte es eine Sigmoidkurve.

1963 entdeckten Perutz et al. Durch Röntgenstrahlen Konformationsänderungen in der Struktur von Hämoglobin, wenn es an Sauerstoff bindet. Monod und Jacob benannten die regulatorischen Stellen in "allosterische Stellen" um.

- 1965 schlagen Monod, Wyman und Changeux das symmetrische Modell oder MWC-Modell (Anfangsbuchstaben von Monod, Wyman und Changeux) vor, um allosterische Wechselwirkungen zu erklären.

1966 schlugen Koshland, Nemethy und Filmer das sequentielle oder induzierte Kopplungsmodell oder KNF-Modell vor, um allosterische Wechselwirkungen zu erklären.

1988 zeigte die Röntgenstruktur der Aspartat-Transcarbamylase das von Monod, Wyman und Changeux postulierte symmetrische Modell.

-In den 1990er Jahren wurden Mutationen, kovalente Modifikationen und pH-Änderungen als allosterische Effektoren angesehen.

1996 zeigte die Röntgenstruktur des lac-Repressors allosterische Übergänge.

Wirkmechanismen und Beispiele

-Eigenschaften der MWC- und KNF-Modelle der allosterischen Regulation

MWC-Modell

Die ursprüngliche Hypothese des MWC-Modells schlug Folgendes vor (Monod, Wyman, Changeux, 1965)

Allosterische Proteine ​​sind Oligomere, die aus symmetrisch verwandten Protomeren bestehen. Protomere bestehen aus Polypeptidketten oder Untereinheiten.

Die Oligomere haben mindestens zwei Konformationszustände (R und T). Beide Zustände (der quaternären Struktur) stellen spontan ein Gleichgewicht mit oder ohne gebundenen Liganden her.

Wenn der Übergang von einem Zustand in einen anderen erfolgt, bleibt die Symmetrie erhalten und die Affinität einer Stelle (oder mehrerer) stereospezifischer Stellen zu einem Liganden wird verändert.

Auf diese Weise folgt die kooperative Bindung der Liganden aus der kooperativen Wechselwirkung zwischen Untereinheiten.

KNF-Modell

Die KNF-Modellhypothese schlug Folgendes vor (Koshland, Nemethy, Filmer, 1966): Die Ligandenbindung führt zu einer Änderung der Tertiärstruktur in einer Untereinheit. Diese Konformationsänderung wirkt sich auf benachbarte Untereinheiten aus.

Die Bindungsaffinität des Proteinliganden hängt von der Anzahl der Liganden ab, die er zusammenhält. Somit haben allosterische Proteine ​​mehrere Konformationszustände, die Zwischenzustände umfassen.

In den letzten fünf Jahrzehnten wurden die MWC- und KNF-Modelle durch biochemische und strukturelle Studien bewertet. Es wurde gezeigt, dass zahlreiche allosterische Proteine, einschließlich Enzyme, den Vorschlägen des MWC-Modells entsprechen, obwohl es Ausnahmen gibt.

Das MWC-Modell und allosterische Enzyme (oder allosterische regulatorische Enzyme)

Allosterische Enzyme sind oft größer und komplexer als nicht allosterische Enzyme. Aspartat-Transcarbamylase (Asp-Transcarbamylase oder ATCase) und Phosphofructokinase-1 (PFK-1) sind klassische Beispiele für allosterische Enzyme, die dem MWC-Modell entsprechen.

AT Haus von

ATCase katalysiert die erste Reaktion des Pyrimidinnukleotid-Biosynthesewegs (CTP und UTP) und verwendet Asp als Substrat. Die Struktur von ATCase besteht aus katalytischen und regulatorischen Untereinheiten. Der ATCase hat zwei Konformationszustände R und T. Die Symmetrie zwischen diesen beiden Zuständen bleibt erhalten.

Die Kinetik von ATCase (die Anfangsrate von ATCase mit unterschiedlichen Aspartatkonzentrationen) ist durch eine Sigmoidkurve gekennzeichnet. Dies zeigt an, dass ATCasa kooperativ ist.

ATCase ist durch CTP rückkopplungshemmend. Die Sigmoidkurve von ATCase in Gegenwart von CTP befindet sich rechts von der Sigmoidkurve von ATCase in Abwesenheit von CTP. Eine Wertsteigerung der Michaelis-Menten-Konstante (K _m ) ist belegt .

Das heißt, in Gegenwart von CTP erfordert ATCase eine höhere Aspartatkonzentration, um die Hälfte der maximalen Rate (V _max ) zu erreichen, im Vergleich zu ATCase in Abwesenheit von CTP.

Zusammenfassend ist CTP ein heterotroper negativer allosterischer Effektor, da es die Affinität von ATCase zu Aspartat verringert. Dieses Verhalten wird als negative Kooperativität bezeichnet.

PFK - 1

PFK-1 katalysiert die dritte Reaktion des Glykolysepfades. Diese Reaktion besteht aus der Übertragung einer Phosphatgruppe von ATP auf Fructose-6-phosphat. Die Struktur von PFK-1 ist ein Tetramer, das zwei Konformationszustände R und T aufweist. Die Symmetrie zwischen diesen beiden Zuständen bleibt erhalten.

Die Kinetik von PFK-1 (die Anfangsrate mit unterschiedlichen Konzentrationen an Fructose-6-phosphat) zeigt eine Sigmoidkurve. PFK-1 unterliegt einer komplexen allosterischen Regulation durch ATP, AMP und Frutose-2,6-bisphosphat, nämlich:

Die Sigmoidkurve von PFK-1 in Gegenwart einer hohen ATP-Konzentration befindet sich rechts von der Sigmoidkurve bei einer niedrigen ATP-Konzentration (Abbildung 4). Eine Wertsteigerung der Michaelis-Menten-Konstante (K _m ) ist belegt .

In Gegenwart einer hohen ATP-Konzentration erfordert PFK-1 eine höhere Konzentration an Fructose-6-phosphat, um die Hälfte der maximalen Rate (V _max ) zu erreichen.

Zusammenfassend ist ATP nicht nur ein Substrat, sondern auch ein negativer heterotroper allosterischer Effektor, da es die Affinität von PFK-1 zu Fructose-6-phosphat verringert.

Die Sigmoidkurve von PFK-1 in Gegenwart von AMP liegt links von der Sigmoidkurve von PFK-1 in Gegenwart von ATP. Das heißt, AMP eliminiert die hemmende Wirkung von ATP.

In Gegenwart von AMP benötigt PFK-1 eine niedrigere Konzentration an Fructose-6-phosphat, um die Hälfte der maximalen Rate (V _max ) zu erreichen. Dies zeigt sich darin, dass der Wert der Michaelis-Menten-Konstante (K _m ) abnimmt .

Zusammenfassend ist AMP ein positiver heterotroper allosterischer Effektor, da es die Bindungsaffinität von PFK-1 für Fructose-6-phosphat erhöht. Frutose-2,6-bisphosphat (F2,6BP) ist ein starker allosterischer Aktivator von PFK-1 (Abbildung 5) und verhält sich ähnlich wie AMP.

Das MWC-Modell ist üblich, aber nicht universell

Von den gesamten in PDB (Proteindatenbank) abgelagerten Proteinstrukturen sind die Hälfte Oligomere und die andere Hälfte Monomere. Es wurde gezeigt, dass Kooperativität nicht mehrere Liganden oder den Aufbau mehrerer Untereinheiten erfordert. Dies ist bei Glucokinase und anderen Enzymen der Fall.

Glucokinase ist monomer, hat eine Polypeptidkette und zeigt eine sigmoidale Kinetik als Reaktion auf eine erhöhte Blutzuckerkonzentration (Porter und Miller, 2012; Kamata et al., 2004).

Es gibt verschiedene Modelle, die die kooperative Kinetik in monomeren Enzymen erklären, nämlich: Mnemonisches Modell, ligandeninduziertes langsames Übergangsmodell, zufällige Addition von Substraten an biomolekulare Reaktionen, Arten langsamer Konformationsänderungen usw.

Studien zur Struktur der Glucokinase haben das Gedächtnismodell unterstützt

Normale humane Glucokinase hat einen K _m von 8 mM für Glucose. Dieser Wert liegt nahe an der Blutzuckerkonzentration.

Es gibt Patienten, die an einer pes-resistenten Hyperinsulinämie im Kindesalter (PHHI) leiden. Die Glucokinase dieser Patienten hat einen niedrigeren Km- _Wert für Glucose als normale Glucokinasen, und die Kooperativität ist signifikant verringert.

Folglich besitzen diese Patienten eine hyperaktive Glucokinase-Variante, die in schweren Fällen tödlich sein kann.

Anwendungen des Allosterismus

Allostry und Katalyse sind eng miteinander verbunden. Aus diesem Grund können allosterische Effekte die Katalyseeigenschaften wie Ligandenbindung und Ligandenfreisetzung beeinflussen.

Allosterische Bindungsstellen können Ziele für neue Medikamente sein. Dies liegt daran, dass der allosterische Effektor die Funktion des Enzyms beeinflussen kann. Die Identifizierung allosterischer Stellen ist der erste Schritt bei der Entdeckung von Arzneimitteln, die die Enzymfunktion verbessern.

Verweise

1. Changeux, JP 2012. Allosterie und das Monod-Wyman-Changeux-Modell Nach 50 Jahren. Jahresrückblick auf Biophysik und biomolekulare Struktur, 41: 103–133.
2. Changeux, JP 2013. 50 Jahre allosterische Wechselwirkungen: die Drehungen und Wendungen der Modelle. Molecular Cell Biology, in Nature Reviews, 14: 1–11.
3. Goodey, NM und Benkovic, SJ 2008. Allosterische Regulation und Katalyse erfolgen auf einem gemeinsamen Weg. Nature Chemical Biology, 4: 274 & ndash; 482.
4. Kamata, K., Mitsuya, M., Nishimura, T., Eiki, Jun-ichi, Nagata, Y. 2004. Strukturelle Grundlage für die allosterische Regulation des monomeren allosterischen Enzyms humane Glucokinase. Structure, 12: 429–438.
5. Koshland, DE Jr., G. Nemethy, D. Filmer, 1966. Vergleich experimenteller Bindungsdaten und theoretischer Modelle in Proteinen, die Untereinheiten enthalten. Biochemistry, 5: 365 & ndash; 385.
6. Monod, J., Wyman, J., Changeux, JP 1965. Über die Natur allosterischer Übergänge: ein plausibles Modell. Journal of Molecular Biology, 12: 88–118.
7. Nelson, DL und Cox, MM, 2008. Lehninger - Prinzipien der Biochemie. WH Freeman and Company, New York.
8. Porter, CM und Miller, BG 2012. Kooperativität in monomeren Enzymen mit einzelnen Ligandenbindungsstellen. Bioorganic Chemistry, 43: 44 & ndash; 50.
9. Voet, D. und Voet, J. 2004. Biochemistry. John Wiley and Sons, USA.