Der EMB-Agar ist ein selektives und differenzielles Medium, das zur Isolierung von gramnegativen Bazillen in fester Kultur verwendet wird, insbesondere von Enterobacteriaceae und anderen gramnegativen Bakterien, die keine Anforderungen stellen. Es ist auch unter dem Akronym EAM bekannt, das für Eosin-Methylenblau steht.
Dieses Medium wurde 1916 von Holt-Harris und Teague hergestellt. Es enthält Pepton, Lactose, Saccharose, Dikaliumphosphat, Agar, Eosin, Methylenblau und Wasser. Es ist MacConkey-Agar sehr ähnlich, insbesondere wenn Levines modifizierter EMB-Agar verwendet wird, der keine Saccharose enthält.
Metallischer Glanz von Escherichia coli auf EMB-Agar Quelle: Carmen Moreno González, aus Wikimedia Commons
Tatsächlich entscheidet jedes Labor, ob es mit dem einen oder dem anderen arbeitet, da sie dieselbe Funktion erfüllen, obwohl sie biochemisch unterschiedlich sind.
Es hat sogar den gleichen Nachteil wie klassischer MacConkey-Agar in Bezug auf die Schwarmproduktion der Gattung Proteus. Um dieses Phänomen zu vermeiden, kann daher die Agarkonzentration um bis zu 5% erhöht werden.
Basis
Selektiv
EMB-Agar ist subtil selektiv, da es die Anilinfarbstoffe (Eosin und Methylenblau) enthält, die als Inhibitoren wirken und das Wachstum der meisten grampositiven Bakterien und einiger anspruchsvoller gramnegativer Stäbchen verhindern.
Dieser Agar hat jedoch den Nachteil, dass einige grampositive Bakterien dem Vorhandensein der hemmenden Substanzen widerstehen und als kleine farblose punktförmige Kolonien wie Enterococcus faecalis und einige Staphylococcus wachsen können.
Bestimmte Hefen können ebenfalls wachsen, wie beispielsweise der Candida albicans-Komplex, der sehr kleine rosa Kolonien ergibt. Aus dieser Hefe können sich sogar Chlamydosporen entwickeln, wenn die Probe tief ausgesät ist.
Differential
Andererseits ist EMB-Agar auch ein Differenzmedium, da diese Farbstoffe zusammen (Eosin und Methylenblau) die Eigenschaft haben, bei saurem pH einen Niederschlag zu bilden, weshalb sie als Indikatoren für seine Herstellung dienen.
So produzieren schwach laktose- oder saccharosefermentierende Bakterien innerhalb von 24 bis 48 Stunden violette Kolonien. Zum Beispiel die Gattungen Klebsiella, Enterobacter und Serratia.
Diejenigen Bakterien, die Laktose stark fermentieren, wie Escherichia coli oder Saccharose, wie Yersinia enterocolitica oder Proteus penneri, bilden einen grünlich-schwarzen Niederschlag, der bei diesen Arten ein charakteristisches metallisches Glanzbild ergibt.
Es ist zu beachten, dass bei Verwendung von EMB-Levin-Medium (ohne Saccharose) Yersinia enterocolitica und Proteus penneri klare Kolonien produzieren.
Bakterien, die weder Laktose noch Saccharose fermentieren, werden durch die Anwesenheit von Peptonen ernährt, die die für das Bakterienwachstum erforderlichen Aminosäuren und Stickstoff liefern und klare Kolonien produzieren. Zum Beispiel die Gattungen Salmonella und Shigella, unter anderem.
Ebenso ist zu beachten, dass die Gattung Acinetobacter lavendelblaue Kolonien aufweisen kann, obwohl es sich nicht um einen Laktosefermenter oder eine Saccharose handelt, sondern die Eigenschaft hat, Methylenblau an der Zellwand zu fixieren. Dies kann auch bei anderen oxidativen Bakterien passieren.
Vorbereitung
Das ursprüngliche dehydrierte Medium hat eine hellbeige Farbe.
Zur Herstellung dieses Kulturmediums müssen 36 g des dehydrierten Mediums gewogen und in einem Kolben suspendiert werden, der einen Liter destilliertes Wasser enthält.
Nachdem Sie die Mischung 5 Minuten ruhen gelassen haben, bringen Sie den Kolben zu einer Wärmequelle und mischen Sie kräftig und konstant, bis er kocht und sich vollständig auflöst.
Anschließend muss das bereits gelöste Kulturmedium mit dem Autoklaven 15 Minuten bei 121 ° C sterilisiert werden.
Am Ende der Zeit wird es aus dem Autoklaven entfernt und kurz stehen gelassen. Dann werden noch warm (45-50 ° C) 15-20 ml Agar in jede sterile Petrischale serviert. Das Medium sollte Lackmusblau sein.
Nach dem Servieren bleiben die Teller leicht unbedeckt, bis der Agar leicht abkühlt. Sie werden dann abgedeckt und können sich vollständig verfestigen. Anschließend werden sie in umgekehrten Plattenhaltern angeordnet und bis zur Verwendung im Kühlschrank (8 ° C) aufbewahrt.
Dieses Verfahren wird vorzugsweise in einer Laminarströmungshaube oder vor einem Bunsenbrenner durchgeführt, um eine Kontamination zu vermeiden.
Es ist wichtig zu beachten, dass jedes Geschäftshaus die Menge angibt, die zur Herstellung des Kulturmediums gewogen werden muss.
Der endgültige pH-Wert des Mediums muss 7,2 ± 0,2 betragen
Anwendungen
Dieses Medium wird zur Aussaat von Urin und Kot oder jeder Art von klinischer Probe verwendet, insbesondere wenn der Verdacht auf nicht anspruchsvolle gramnegative Bazillen besteht, wie z. B. die Bazillen der Enterobacteriaceae-Familie, die auf diesem Medium sehr gut wachsen.
Enteropathogene Bakterien der Gattungen Shigella und Salmonella zeichnen sich durch farblose oder leicht bernsteinfarbene Kolonien aus.
Andere nicht laktosefermentierende Bazillen wie Aeromonas, Pseudomonas und Acinetobacter wachsen ebenfalls.
Ebenso ist dieses Medium sehr nützlich bei der mikrobiologischen Analyse von Lebensmitteln und Wasser, da es ideal für die vollständige Bestätigungsphase der Bestimmung von Coliformen ist, dh um das Vorhandensein von E. coli aus trüben EC-Brühen aus zu bestätigen der wahrscheinlichsten Zahlentechnik (MPN).
QA
Um zu überprüfen, ob das frisch zubereitete Kulturmedium gut funktioniert, können Kontrollstämme gepflanzt werden, um die Eigenschaften der Kolonien zu beobachten und um zu überprüfen, ob sie wie erwartet ergeben.
Hierzu können ATCC-Stämme oder gut identifizierte Stämme von E. coli, Enterobacter aerogenes, Klebsiella sp., Salmonella typhimurium, Shigella flexneri, Pseudomonas aeruginosa und einige grampositive Bakterien wie S. aureus verwendet werden.
Es wird erwartet, dass E. coli gut entwickelte blauschwarze Kolonien mit einem grünen metallischen Glanz erzeugt. Enterobacter aerogenes und Klebsiella sp sollten gut entwickelte bläulich-schwarze Schleimkolonien ergeben.
Andererseits müssen Salmonella typhimurium und Shigella flexneri große Kolonien entwickeln, farblos oder leicht bernsteinfarben.
Schließlich wächst die Gattung Pseudomonas aeruginosa als farblose Kolonien unregelmäßiger Größe, während grampositive Bakterien vollständig gehemmt werden sollten oder mit sehr kleinen Kolonien spärlich wachsen sollten.
Abschließende Gedanken
Manchmal führt die Sterilisation dazu, dass das Methylenblau reduziert wird und eine mittelorange Farbe aufweist. Damit das Methylenblau oxidiert und die violette Farbe wiedererlangt, muss es vorsichtig gemischt werden, bis die Farbe wieder hergestellt ist.
Nach der Sterilisation kann der Farbstoff ausfallen, daher sollte er vor dem Servieren der Petrischalen gut gemischt werden.
Verweise
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